Echantillonnage des Coléoptères et Gastéropodes aquatiques
![Fiche technique [PDF 232ko]](images/ic_fiche.gif){kind=small}
Fiche synthétique Coléoptères et Gastéropodes
Nombre de campagnes d’échantillonnage
Une seule.
Période d’échantillonnage
Début juillet .Suggestion: effectuer cette campagne après la campagne concernant la végétation. Cette chronologie facilitera la cartographie des habitats propices aux invertébrés.
Matériel
- Un filet standardisé, ouverture rectangulaire de 10 cm sur 14 cm, vide de maille inférieur ou égal à 0.5 mm, manche de 1.8 m (dimensions facilitant l'échantillonnage dans les herbiers)
Filet pour prélèvement IBEM
Fiche technique du filet
Contact du fournisseur du filet de prélèvement standardisé: en négociation
- Bottes ou cuissardes
- Alcool isopropylique 70%
- Tri matériel vivant: Bac de tri (p. ex bacs blancs pour développement photos (30x40cm)), pinces, cuillère en plastique, tubes (p. ex. piluliers), étiquettes
- Tri au laboratoire: récipients pour transporter les échantillons (type tupperware), tamis 0.5 mm pour rinçage des échantillons
Niveau taxonomique requis :
Genre
Taxa pris en considération :
- Seuls les genres aquatiques sont pris en compte dans l'évaluation IBEM. La liste de ceux-ci figure sur les Planches 2 (Gastéropodes) et 3 (Coléoptères)
- Coléoptères : les adultes et les larves sont échantillonnées
- Gastéropodes : seules les coquilles pleines sont retenues pour l'évaluation IBEM
Méthode d’échantillonnage
- pour un échantillon élémentaire, effectuer avec l’épuisette des mouvements de va-et-vient énergiques et rapides dans toutes les dimensions spatiales de l’habitat durant 30 secondes.
Prélèvement en pleine eau
Prélèvement en pleine eau, vue détaillée
Prélèvement interface
- le volume du matériel brut récolté dans l'échantillon ne doit pas dépasser un litre.
- afin d'éviter l'obstruction du filet, veiller à échantillonner l'eau et la matière mise en suspension et non directement le substrat.
- la zone à échantillonner ne doit pas être perturbée (onde, ombre) avant la prospection (fuite des Coléoptères adultes).
Nombre d’échantillons
Le nombre d'échantillons "n" dépend de la surface du plan d’eau (A en m2). Il peut être calculé de deux manières:
- en employant la formule suivante:
n = 15.5 - 10.5 * log10 (A) + 2.7 * (log10 (A))2 - en se référant directement au tableau sur la Fiche synthétique Coléoptères et Gastéropodes .
Ce nombre permet généralement de réunir 90% des genres de Gastéropodes et 70% des genres de Coléoptères.
Habitats à échantillonner
La liste de ces habitats est présentée dans le Tableau 2 . Elle comprend tous les habitats situés dans la zone de profondeur inférieure à 2 mètres, à l'exception toutefois des sédiments fins et des algues (sauf le groupe des Characées). Une cartographie simplifiée des habitats ayant un recouvrement supérieur à 1% (par rapport à la superficie totale couverte par les habitats à échantillonner) doit précéder l’échantillonnage afin de déterminer leurs taux de recouvrement respectifs (cf. illustration sur la Fiche synthétique Coléoptères et Gastéropodes).
![Tableau 1 [PDF 16ko]](images/ic_tableau.gif){kind=small}
Tableau 2, Habitats à échantillonner
Distribution des « n » échantillons dans les habitats
Les prélèvements sont réalisés uniquement dans les habitats cartographiés (ayant donc un recouvrement supérieur à 1%). Les 2/3 des « n » échantillons sont à placer au niveau des interfaces eau-terre (catégorie 4 du Tableau 2; voir séquence vidéo du prélèvement interface ), alors que le 1/3 restant est à distribuer dans les autres catégories (catégories 1 à 3). Les échantillons seront distribués proportionnellement au recouvrement de chaque habitat, l’habitat dominant bénéficiant ainsi d’un nombre d’échantillons plus grand que les autres habitats. Relevons que l'échantillonnage appliqué ici est de type "aléatoire stratifié".
Cas particuliers : Quelques situations délicates peuvent se présenter.
- Il reste un seul prélèvement à attribuer, alors que 2 habitats présentent le même recouvrement : choisir la catégorie située au plus haut du Tableau 2 . Ainsi, les hydrophytes (1) sont préférés aux hélophytes (2), les plantes submergées (1.1) aux plantes à feuilles flottantes (1.2), etc.
- Le nombre d’habitats recensés est plus important que celui de prélèvements à effectuer. Dans ce cas, regrouper d'abord les habitats des divisions inférieures, puis des plus élevées (Tableau 2 ; ex. : regrouper 2.4.2. et 2.4.1.: ce prélèvement mixte sera constitué par la prospection des 2 habitats à raison de 15 sec. chacun).
- Un des habitats recensés est réparti en plusieurs "patchs" plutôt que de couvrir une surface d'un seul tenant. Répartir ici l'effort de prospection total (30 sec.) dans les différents patchs (ex.: explorer une roselière située au sud pendant 15 sec puis compléter par 15 sec de prospection dans une roselière située au nord).
Tri du matériel
Le tri sur le terrain (sur le matériel vivant) est habituellement deux fois plus rapide que le tri en laboratoire (sur du matériel conservé ; alcool ou formol), et il sera donc préféré. Pour ce faire, le prélèvement est versé dans un bac blanc (bac pour bain de développement photographique), et les Coléoptères ( larves et adultes) et les Gastéropodes (coquilles pleines) sont séparés à vue. Un temps maximum de 45 minutes est consacré au tri d'un échantillon. Pour chaque prélèvement, les Coléoptères et les Gastéropodes sont conservés séparément dans des récipients contenant de l'alcool isopropylique 70%.
Si toutefois il n'est pas possible d'effectuer le tri directement sur le terrain, fixer les échantillons entiers par adjonction d'alcool isopropylique, jusqu'à obtention d'une concentration de 70% en vue de leur conservation. En laboratoire, trier les échantillons à vue ou avec une loupe sur un fond blanc, et séparer les Coléoptères ( larves et adultes) et les Gastéropodes (coquilles pleines). Un temps maximum de 2 heures est consacré au tri d'un échantillon fixé. Pour chaque prélèvement, les Coléoptères et les Gastéropodes sont conservés séparément dans des récipients contenant de l'alcool isopropylique 70%.
Il est également envisageable de conserver les échantillons dans une glacière puis au réfrigérateur pendant une nuit pour effectuer le tri à vue sur matériel vivant le lendemain (délai impératif).
Détermination
Déterminer chaque animal au niveau du genre, notamment avec les clés de Hausser (2005) et Gloër & Meier-Brook (1998) pour les Gastéropodes et de Tachet et al. (2000), Richoux (1982), Friday (1988)1 et Vondel & Dettner (1997) pour les Coléoptères Hydradéphages.
Dénombrement
Relever la présence des genres aquatiques dans chacun des échantillons élémentaires. L'IBEM requiert uniquement l'information sous la forme présence/absence dans chaque échantillon. Aucune information n'est requise quant à l'abondance.
Références
- Friday, L. E. (1988) A key to the adults of British water beetles . Cambridge : Field Studies no 7. 151 pp.
- Gloër, P. & Meier-Brook C. (1998) Süsswassermollusken : Deutscher Jugendbund für Naturbeobachtung. 136 pp.
- Hausser, J. (2005) Clé de détermination des Gastéropodes de Suisse / Bestimmungsschlüssel der Gastropoden der Schweiz. Fauna Helvetica 10 . Centre suisse de cartographie de la Faune & Schweizerische Entomologische Gesellschaft.
- Richoux, P. (1982) Coléoptères aquatiques . Bull. mensuel de la Soc. Limn. de Lyon.
- Tachet, H., Richoux, P., Bournaud, M. & Usseglio-Polatera, P. (2000) Invertébrés d'eau douce. Systématique, biologie, écologie . CNRS Editions.
- Vondel, v., B. & Dettner, K. (1997) Insecta: Coleoptera: Haliplidae, Noteridae, Hygrobiidae. Süsswasserfauna von Mitteleuropa 20 , 147 pp.
Notes
- Zone biogéographique : Angleterre